本发明的技术课题系在于提供:通过将灌注液行遍器官或组织的各角落,而在于可充分维持其功能的状态下,能够长时间保存器官或组织的灌注培养方法以及灌注培养装置。本发明公开了一种灌注培养方法和灌注培养装置,由此,可将灌注液传送至器官或组织的各个部分,使得器官或组织在可充分维持其功能的状态下能够长时间保存。本发明具体公开了将从哺乳动物摘取出来的器官或组织予以灌注培养的方法,所述器官或组织是和在活体内与前述器官或组织相连的第二器官或组织一起被摘取出来的,该方法包括:通过将该第二器官或组织固定,而将所述器官或组织悬吊的工序;以及将灌注液灌注到所述器官或组织的血管的工序。
1.一种器官或组织的灌注培养方法,该器官或组织是从哺乳动物摘取出来的器官或组织,其中,该器官或组织是和在活体内与该器官或组织相连的第二器官或组织一起被摘取出来的,该方法包括:通过将所述第二器官或组织加以固定,而将所述器官或组织悬吊的工序;以及将灌注液灌注到所述器官或组织的血管的工序。
2.如权利要求1所述的器官或组织的灌注培养方法,其中,在所述灌注工序中,将所述器官或组织的至少一部分浸渍在液体中。
3.如权利要求1或2所述的器官或组织的灌注培养方法,其中,所述器官或组织是肝脏,所述第二器官或组织是横膈膜。
4.如权利要求1或2所述的器官或组织的灌注培养方法,其中,所述器官或组织是肝脏,所述第二器官或组织是横膈膜以及肋骨。
5.如权利要求1或2所述的器官或组织的灌注培养方法,其中,所述器官或组织是肾脏,所述第二器官或组织是位于肾脏周围的脂肪组织。
6.一种器官或组织的灌注培养装置,具有:将器官或组织悬吊的悬吊单元;用来使灌注液流入到所述器官或组织的灌注液流入用插管;以及用来使灌注液从所述器官或组织流出的灌注液流出用插管;其中,所述器官或组织是肝脏或肾脏,以及当所述器官或组织是肝脏时,所述悬吊单元具有以下构造:在该构造中,从哺乳动物中与肋骨以及横膈膜一起被摘取出来的肝脏能够在该肋骨处被固定,以及当所述器官或组织是肾脏时,所述悬吊单元具有以下构造:在该构造中,从哺乳动物中与周围的脂肪组织一起被摘取出来的肾脏能够在该脂肪组织处被固定。
7.如权利要求6所述的器官或组织的灌注培养装置,其还具有容器,在将所述器官或组织悬吊的状态下,该容器能够使该器官或组织的至少一部分得以浸渍在液体中。
8.如权利要求6或7所述的器官或组织的灌注培养装置,其中,所述器官或组织是肝脏,并且所述装置还具有胆管用插管。
9.如权利要求6或7所述的器官或组织的灌注培养装置,其中,所述器官或组织是肾脏,所述装置还具有尿管用插管。技术领域
本发明涉及用来长时间保存主要是以移植为目的而被摘取出来的器官或组织的灌注培养方法以及灌注培养装置。
背景技术
针对生病或者因事故所导致的器官的不可逆的功能不全的治疗,现在主要是实施器官移植。随着免疫抑制剂和移植技术的进展,移植件数不断增加而且成功率也正在飞跃性地上升,然而长期的器官短缺已成为移植医疗的严重问题(请参考:非专利文献1)。为了解决这种器官短缺问题,针对于移植动物器官的移植方法、或不易引起免疫学上的排斥反应的基因改造动物的开发(请参考:非专利文献2、3)、甚至于朝着以人造器官来取代器官的功能的目标而从事的人工器官的开发,都正在开发中(请参考:非专利文献4),但是无论是哪一种技术开发也都尚未取得可以完全取代成体器官的功能的成果。供移植用的供体器官的短缺问题,不仅是所提供的器官的数量上的问题,所摘取出来的器官在可供移植的状态下所能保存的时间很短,也是一个很大的原因。因此,正在推进可将所摘取出来的器官在活体外在可供移植的状态下长期予以保存的技术的发展。现在最为广泛使用的方法是单纯冷却法,这种方法是为了抑制细胞的代谢速度,先将器官内的血液置换成低温的器官保存液后,再浸渍在低温的保存液中的方法。此外,也有一种灌注冷却保存法,其是基于除去正在保存中的器官内的废物的目的,一方面向器官内的血管网灌注低温的器官保存液,与此同时在低温下予以浸渍保存的方法。这种方法,最近已在欧美进行治疗实验(请参考:非专利文献5)。但是,利用这些方法所保存的器官的可以安全使用的时间有其限度(例如:利用单纯冷却法的肝脏能够使用的时限被认为是20小时),因此就需要有一种能够延长保存期间的技术。曾经有人提出一种人工器官系统的技术方案,其作为可将肝脏予以长期保存的装置,是将器官支撑管插入到肝脏的下大静脉切断端,将整个肝脏悬吊,肝脏受到该支撑管以及容器部上的肝脏放置面所支撑,能够在扩张的状态下被保持支撑(例如请参考:专利文献1的段落0024、图2以及图4)。[现有技术文献][专利文献][专利文献1]日本特开2003-206201号公报[非专利文献][非专利文献1]Lechlerxa0RI.etxa0al.:Nat.Med.11(6):605,2005[非专利文献2]Eventov-Friedmanxa0S.etxa0al.:Proc.Natl.Acad.Sci.USA.102(8):2928,2005[非专利文献3]Yangxa0YG.etxa0al.:Nat.Rev.Immunol.7(7):519,2007[非专利文献4]Malcheskyxa0PS.etxa0al.:Artif.Organs.30(9):655,2006[非专利文献5]Moersxa0C.etxa0al.:N.Engl.J.Med.360(1):7,2009[非专利文献6]Butlerxa0AJ.Etxa0al.:Transplantationxa073(8):1212,2002[非专利文献7]Nuixa0A.etxa0al.:Int.J.Artif.Ogansxa026(1):46,2003
发明内容
本发明所要解决的问题根据专利文献1的方法,因为是将支撑管插入到器官,所以容易对于器官造成损伤。此外,本发明人等曾经以类似的构成方式来进行实验,结果确认灌注液无法遍及整个肝脏。因此,本发明就以提供:通过可让灌注液遍及器官的各个角落的作法,在可充分维持其功能的状态下,能够将该器官长时间保存的灌注培养方法以及灌注培养装置,作为本发明的技术课题。用于解决问题的手段本发明人等,为了解决上述课题而不断进行研究,结果发现,在对器官或组织(以下,有时候也会称为「器官等」)进行灌注培养时,不要将器官等本身悬吊,而是将在活体内与器官等相连的第二器官或组织也和器官等一起摘取出来,通过将该第二器官或组织加以固定,而将欲培养的器官等予以悬吊,就不会对于器官等造成损伤,而且又可以通过让灌注液遍及整个器官的方式来进行培养。此外,也发现了:在将器官等予以悬吊而进行培养的时候,通过以让器官等的至少有一部分承受到浮力的方式,将器官等浸渍在浸渍用液体中的作法,可让灌注液进一步传送到达器官等内的更多角落,能够维持功能的时间明显地变得更长,由此完成了本发明。亦即,本发明的一个方面涉及:〔1〕一种器官或组织的灌注培养方法,该方法是将从哺乳动物摘取出来的器官或组织予以灌注培养的方法,该器官或组织是和在活体内与该器官或组织相连的第二器官或组织一起被摘取出来的,包括:通过将前述第二器官或组织加以固定,而将前述器官或组织悬吊的工序、以及将灌注液灌注到前述器官或组织的血管的工序;〔2〕如上述〔1〕所述的灌注培养方法,其中,在前述灌注工序中,将前述器官或组织的至少一部分浸渍在器官等的浸渍用液体中;〔3-1〕如上述〔1〕或〔2〕所述的灌注培养方法,其中,前述器官或组织是肝脏,前述第二器官或组织是横膈膜;〔3-2〕如上述〔1〕或〔2〕所述的灌注培养方法,其中,前述器官或组织是肝脏,前述第二器官或组织是横膈膜以及肋骨;〔4〕如上述〔1〕或〔2〕所述的灌注培养方法,其中,前述器官或组织是肾脏,前述第二器官或组织是位于肾脏的周围的脂肪组织;以及〔5〕一种器官或组织的灌注培养方法,该方法是将从哺乳动物所摘取出来的器官或组织予以灌注培养的方法,包括:将前述器官或组织悬吊,且将该器官或组织的至少一部分浸渍在器官等的浸渍用液体中的工序、以及将灌注液灌注到前述器官或组织的血管的工序。亦即,本发明的另外一方面(anotherxa0aspect)是关于:〔6〕一种器官或组织的灌注培养装置,具有:将器官或组织悬吊的悬吊单元、用来使灌注液得以流入前述器官或组织的灌注液流入用插管、以及用来使该灌注液得以从前述器官或组织流出的灌注液流出用插管;〔7〕如上述〔6〕所述的灌注培养装置,其中,还具有:在将前述器官或组织悬吊的状态下,可使该器官或组织的至少一部分得以浸渍在器官等的浸渍用液体中的容器;〔8-1〕如上述〔6〕或〔7〕所述的灌注培养装置,其中,前述器官或组织是肝脏,并且还具有:用来回收胆汁的胆管用插管;〔8-2〕如上述〔6〕、〔7〕或〔8-1〕所述的灌注培养装置,其中,前述器官或组织是肝脏,前述悬吊单元具有以下构造:在该构造中,从哺乳动物中与肋骨以及横膈膜一起被摘取出来的肝脏能够在该肋骨处被固定;〔9-1〕如上述〔6〕或〔7〕所述的灌注培养装置,其中,前述器官或组织是肾脏,并且还具有:用来回收尿液的尿管用插管;以及〔9-2〕如上述〔6〕、〔7〕或〔9-1〕所述的灌注培养装置,其中,前述器官或组织是肾脏,前述悬吊单元具有以下构造:在该构造中,从哺乳动物中与周围的脂肪组织一起被摘取出来的肾脏能够在该脂肪组织处被固定。发明效果根据本发明的器官或组织的灌注培养方法以及灌注培养装置,不会对于器官造成损伤,可使灌注液遍及器官的各个角落,因此可在器官维持其功能的状态下将其长时间保存,能够在良好的状态下供移植之用。
附图说明
图1是本发明的器官或组织的灌注培养装置的一个实例的示意图。图2是将图1的灌注培养装置的培养容器放大后的示意图。此外,在图2的示意图中,单纯只是作为例示而画出肝脏。图3是本发明的与器官或组织相连接的插管的一个实例的示意图。图4是气泡除去装置的一个实例的示意图。图5是前灌注回路的一个实例的示意图。图6是对利用各种固定方法来进行灌注培养后的肝脏,用台盼蓝(trypanxa0blue)进行循环后的外观以及微型计算机断层(CT)图像。图7是利用各种固定方法来进行灌注培养后的肝脏的GOT以及GPT的经时变化。图8是利用在液体中的悬吊型固定方法来进行灌注培养后的肝脏中的尿素合成量的经时变化。图9是利用在液体中的悬吊型固定方法来进行灌注培养后的肝脏中的胆汁产生量的经时变化。图10是利用静置固定方法以及在液体中的悬吊型固定方法来进行灌注培养后的肝脏中的GOT以及GPT的经时变化。
具体实施方式
[器官或组织的灌注培养方法]本发明的器官灌注培养方法的第一个方面,是将从哺乳动物摘取出来的器官或组织予以灌注培养的方法,其特征为:该器官或组织是和在活体内与前述器官或组织相连的第二器官或组织一起被摘取出来的,包括:通过将第二器官或组织加以固定,而将器官或组织悬吊的工序、以及将灌注液灌注到器官或组织的血管的工序。在本说明书中,所称的「哺乳动物」并未特别限定,本发明的灌注培养方法可用于所有的哺乳动物的器官等。要将本发明的方法所培养后的器官等使用于移植的情况下,可根据接受器官等的移植的对象(亦即,受体)而适当地选择哺乳动物,例如是可举出:人、猪、牛、猿猴、狒狒、狗、猫等。在受体是人的情况下,主要是使用从脑死患者身上摘取出来的器官等。在本说明书中,所称的「器官或组织(器官等)」,只要是适合灌注培养的器官或组织即可,并未特别地限定,例如可举出:心脏、肝脏、肾脏、肺、胰脏、胃、小肠、大肠、牙齿及其周围组织、毛发及其周围组织等。在本发明中所称的「灌注培养」是指:将插管之类的软管连接到所摘取出来的器官等的血管,令灌注液与血流同样地流入及流出以培养器官。灌注液则是本领域技术人员可根据哺乳动物和器官的种类,适当地选择公知的组成或者与其相当的组成。例如:只要是含有可供细胞生存所必需的糖类、氨基酸等等的营养素的灌注液即可,可采用:一般的细胞培养所用的培养液、或器官保存所用的器官保存液,其组成并无特别的限定。本发明的灌注培养方法的器官等,是使用:和在活体内与器官等相连的第二器官或组织一起被摘取出来的器官等。根据这种方式,通过将该第二器官或组织加以固定,就可将欲培养的器官等予以悬吊,所以不会对欲培养的器官等造成损伤,可以令培养液遍及器官等的各个角落。第二器官或组织优选为在活体内与所述器官等相连的器官或组织,更优选的是在活体内与所述器官等的上部相连的器官或组织。使用这种器官或组织来悬吊的话,就可在类似于活体内的结构的环境下进行器官等的培养。此处所称的「类似于在活体内的结构的环境」,意指:所述器官等并未受到来自于容器的内表面等硬质材料的压迫,可维持自然形状的环境。以往的器官等的灌注培养,都是将器官等放置在培养皿等的容器内来进行的,因此,与培养皿相接触的部分的血管会受到压迫而无法让灌注液充分地遍及。根据本发明的方法,是将器官等悬吊,在类似活体内的结构的环境下进行培养,所以能够令灌注液行遍整个器官等。此外,将第二器官或组织加以固定的情况下,因为即使第二器官或组织受到损伤也无大碍,因而可利用「插入支撑管」、「利用夹子予以夹住」、「利用缝合线予以缝合」之类的方法,牢牢地加以固定。例如:欲培养的器官是肝脏的情况下,在活体内时,肝脏的上部与横膈膜相连,该横膈膜又连接着肋骨。因此,可单独地将横膈膜,或者将横膈膜与肋骨一起作为第二器官或组织来使用。从哺乳动物将肝脏摘取出来的时候,如果是与横膈膜一起摘取出来的话,通过将该横膈膜加以固定,即可在近似于活体内的环境下将肝脏予以悬吊。如果是除了横膈膜之外,连肋骨也一起摘取出来的话,则可将肋骨加以固定,因此可更为稳定地进行悬吊。第二器官或组织的其他例子,如果是在培养肾脏、胰脏的情况下,可举出:附着在这些器官的表面的脂肪组织;如果是在培养消化系统的器官的情况下,可举出:邻接于上游的器官(具体而言,如果是培养小肠的情况下,是指:胃、十二指肠;如果是培养大肠的情况下,是指:小肠);如果是培养牙齿及其周围组织的情况下,是指:颚骨、牙槽骨、齿根骨、齿龈;如果是培养毛发及其周围组织的情况下,是指:表皮、真皮、脂肪组织等,但并不限定于这些。在本发明的灌注培养方法中,将灌注液灌注到器官等的血管的工序(灌注工序)可采用例如:将连通于器官等的血管的软管连接到泵,可利用泵使灌注液流入以及流出。本发明的灌注培养方法,在灌注工序中,优选将器官等的至少一部分浸渍在器官等的浸渍用液体中而进行灌注。如此一来,器官等的至少一部分会承受到浮力,与单纯予以悬吊的情况相比较,可营造出更接近于活体内的结构的环境,因而可令灌注液到达器官等的各个角落。优选的是器官等的至少30%存在于液体中的状态,更优选是至少50%,更加优选是至少80%,最优选是整个都存在于液体中的状态。与灌注液同样地,器官等的浸渍用液体可配合哺乳动物以及器官等的种类而由本领域技术人员作适当地选择,既可以是与灌注液相同的组成,也可以是与之不同的组成。本发明的器官或组织的灌注培养方法的第二个方面,是将从哺乳动物摘取出来的器官等予以灌注培养的方法,其特征为:包括将器官等悬吊,并且将所述器官等的至少一部分浸渍在器官浸渍用液体的工序、以及将灌注液灌注到所述器官等的血管的工序。本发明的器官或组织的灌注培养方法的第一个方面中所使用的用语,在第二个方面中也是以相同的意义被使用,所以此处将省略其说明。在本发明的方法的第二个方面中,将器官等予以悬吊的工序,是只要能够让器官等维持其功能,无论是哪一种方法皆可,但是,最好还是要保持成类似于活体内的环境的状态。因此,最好是与活体内的上下方向相同,并且尽可能采用非侵入式的方法予以悬吊。[器官或组织的灌注培养装置]本发明的器官或组织的灌注培养装置的特征在于其具有:将器官等悬吊的悬吊单元(悬吊手段);在将器官等悬吊的状态下,可让该器官等的至少一部分浸渍在器官等的浸渍用液体内的容器;用来使灌注液流入器官等的灌注液流入用插管;用来使灌注液从器官等流出的灌注液流出用插管。将该装置应用于肝脏的培养的情况下,其还优选具有胆管用插管。通过在肝脏的胆管插入胆管用插管,即可在培养容器的外部回收由肝脏所分泌的胆汁。将该装置应用于肾脏的培养的情况下,其还优选具有尿管用插管。通过在肾脏的尿管插入尿管用插管,即可在培养容器的外部回收由肾脏所分泌的尿液。此外,在将该装置应用于肝脏的培养,而且肝脏是与肋骨以及横膈膜一起被摘取出来的情况下,悬吊单元优选具有可固定肋骨的构造。此外,在将该装置应用于肾脏的培养,而且肾脏是与周围的脂肪组织一起被摘取出来的情况下,悬吊单元优选具有可固定脂肪组织的构造。作为本发明的灌注培养装置的一个实例,将肝脏培养装置1显示于图1,以下将说明其概要。肝脏培养装置1是用来培养与横膈膜以及肋骨一起被摘取出来的肝脏的装置,肝脏是在其整体被浸渍在液体中的状态下被灌注培养。肝脏培养装置1具有:肝脏固定用培养容器10、将被固定于肝脏的灌注液流入用插管20以及灌注液流出用插管30,各插管连接着软管80、82。将被连接到灌注液流入用插管20的软管80经由灌注液流入用蠕动泵(peristalticxa0pump)70而连接到微型载体旋转搅拌瓶(mircoxa0carrierxa0spinnerxa0flask)62,而将微型载体旋转搅拌瓶62中的灌注液供给到灌注液流入用插管20。经由灌注液流入用插管20而流入肝脏100的灌注液将流出到灌注液流出用插管30,经由与灌注液流出用插管30相连接的软管82等而被排出到微型载体旋转搅拌瓶62。以下,将针对各个构成要素的优选实例进行说明。图2显示出肝脏固定用培养容器10的放大图。在培养容器10中,设置了可将肝脏100利用肋骨104予以悬吊的悬吊单元(悬吊手段)106、108。培养容器10的结构,是可在其内部充满液体,并且是以可让肝脏100承受到浮力的方式将整个肝脏100都浸渍在液体内。此外,在培养容器10的壁上,形成有可供与插管相连接的软管80、82穿过的贯通孔99a、99b。此外,在培养容器10上,设有:用来固定插管或与插管相连接的软管的固定具96、98。通过将插管利用固定具96、98加以固定,可以防止插管太过于插入器官的内部导致器官受损伤,或者插管从器官脱落的情况,可令培养液稳定地进行循环。固定具96、98可采用例如:在前端设有可供插管或软管嵌合的数毫米大小的细缝的柱状构件。将该构件固定在培养容器内壁,通过将插管嵌合在细缝,即可将插管固定。培养容器10虽然是哪一种材料皆可用,但是可采用例如:玻璃、压克力(丙烯酸树脂)材质来制作。灌注液流入用插管20显示于图3的上段,灌注液流出用插管30显示于图3的中段,胆管用插管40显示于图3的下段。图3所示的各插管可根据所适用的器官或组织的种类,变更构成插管的各构件,例如:导管部分的尺寸等。例如:在肝脏的灌注培养时,灌注液流入/流出用插管,是切取下留置针(例如:流入用是22G号留置针、流出用是16G号留置针)的导管部分21、31,连接到硅胶软管25、35(例如:内径1mm)后,再以软性丝制缝合线24、34在两个地方予以捆绑固定,然后再卷绕保鲜膜(商品名:Paraxa0film)22、32来制作的。胆管用插管40是将留置针(例如:27G号留置针)的导管部分41通过鲁厄式固定配件42(用于例如:1.5mmxa0ID;Luerxa0lockxa0fitting)与硅胶软管45(例如:内径1mm)相连接而制作的。各插管的与导管相反的一端,连接着鲁厄式固定配件23、33、43,因而能够与软管80、82、88(图1)相连结。灌注液流入用插管20直接或间接地连接于例如:肝脏100的门静脉,而灌注液流出用插管30直接或间接地连接于例如:肝脏100的静脉。灌注液流入用插管20连接于灌注液流入量蠕动泵70,通过操作泵70,即可让灌注液由灌注液流入用插管20流入肝脏100。流入后的灌注液通过肝脏100内部后,再从灌注液流出用插管30流出,然后流入软管82。此外,由肝脏所分泌的胆汁是从胆管用插管40回收到胆汁回收回路(胆汁回收软管88以及胆汁回收瓶68)。灌注液流入用插管20采用鲁厄式固定配件23(用于例如:2.5mmxa0ID)与硅胶软管80(例如:内径2mm)相连结,同样地采用鲁厄式固定配件来将硅胶软管与例如内径为3.15mm的法美多软管(音译名,商标名为:PharMedxa0Tube;以下都称为:法美多软管)相连接。在这个法美多软管上面涂敷含氟润滑脂,并且设置到灌注液流入用蠕动泵70。灌注液流出用插管30使用鲁厄式固定配件33(用于例如:2.5mmxa0ID)而连结到硅胶软管82(例如:内径2mm)。进而又将这个硅胶软管连接到在瓶盖上穿插着三根特氟龙软管(例如:内径1mm;T1以及T2。第3根未图示)的附硅胶瓶塞的史考特瓶60(Scottxa0bottle,例如:100ml)的一根特氟龙软管T1。另一方面,史考特瓶60的另外两根特氟龙软管中的一根则是在瓶内侧连接着长度抵达瓶底的硅胶软管(例如:内径2mm)(图1中的T2),在瓶外侧则是连接着在两端连结有硅胶软管(例如:内径2mm)的法美多软管。硅胶软管的另一端经由灌注液流出用蠕动泵72,而连接到穿插在附硅胶瓶塞的微型载体旋转搅拌瓶(例如:1000ml)62的位于图中右侧的瓶盖的三根特氟龙软管(T3以及T4。第三根未图示)中的特氟龙软管T3(ASONE),该特氟龙软管T3在瓶内侧并未连结硅胶软管,其前端并未抵达液体表面。穿插在史考特瓶60的瓶盖的第三根特氟龙软管,在瓶外部连接于空气滤清器。灌注液利用卷绕在微型载体旋转搅拌瓶62上的加热器来保温。温度优选设定成:作为移植对象的哺乳动物的平均体温,如果是人类的话,是优选设定成37°C左右。至于加热器,可适当采用例如:Cellxa0master可挠性加热器(和研药株式会社出品,京都市,日本)和Cellxa0masterxa01700型加热器(和研药株式会社出品)、温度电极(Mettlerxa0Toled,东京,日本)。微型载体旋转搅拌瓶62的两个瓶盖,分别穿插着三根特氟龙软管,连结在贯穿位于图中右侧的瓶盖而抵达瓶底的硅胶软管(例如:内径2mm)的特氟龙软管T4,是经由硅胶软管与灌注液流入用蠕动泵70相连结。穿插在位于图中右侧的瓶盖的另一根特氟龙软管则是在瓶外部连接到空气滤清器。此外,在利用低温来培养器官等的时候,可采用公知的保冷装置来取代加热器,以对灌注液进行保冷。保冷温度优选设定在4°C~35°C,更优选设定在20°C~35°C。此外,在利用低温来培养器官等的时候,优选令用来浸渍器官等的液体也保持低温,同时将培养中的器官等也保冷。作为这种方式的保冷所采用的保冷装置,可举出例如:各种冷凝器、帕耳帖式(Peltier)冷却装置。在灌注液流入用蠕动泵70与灌注液流入用插管20之间,以及在灌注液流出用插管30与史考特瓶60之间的硅胶软管,安装着流路切换用旋塞84、86,在其前端安装着用来采取灌注液的灌注液回收用软管(例如:15ml)。灌注液流入用定量送液泵70与灌注液流入用插管20之间设置有气泡除去装置50。气泡除去装置50的构成方式显示于图4。以鲁厄式固定配件插头51作为水栓的硅胶软管,与Y字型软管连接,以便防止混进回路中的气泡流入肝脏,并且设置了可将那些气泡从鲁厄式固定配件插头51(ISIS型)排出的装置。Y字型软管适合采用:迷你型接头配件(F)53(用于6.5mmID;ISIS型)。为了在每24小时的灌注培养后就更换一次灌注液,在图1所示的穿插在微型载体旋转搅拌瓶62的图中左侧的瓶盖的三根特氟龙软管(T5以及T6。第三根未图示)之中,在瓶内侧并未连结硅胶软管且前端未抵达液面的这一根特氟龙软管T5、以及在瓶内侧连结着硅胶软管且前端抵达液面的这一根特氟龙软管T6都分别连接到在两端连接着硅胶软管的法美多软管。另外一根特氟龙软管则连接于空气滤清器。连接于特氟龙软管T5的硅胶软管经由灌注液追加用蠕动泵74而连结到含有新鲜的培养基的灌注液追加用史考特瓶64(例如:2000ml)。连接在特氟龙软管T6的硅胶软管经由灌注液回收用蠕动泵78而连结于灌注液追加用史考特瓶66(例如:2000ml)。先架构一个如图5所示的前灌注回路,以便于在将肝脏摘取出来的时候也能够对其进行灌注液的泵送。将灌注液流入用插管20利用鲁厄式固定配件23来连结于硅胶软管(例如:内径2mm),将这个硅胶软管连接到气泡除去装置50’。气泡除去装置50’连结有另一个硅胶软管,并且该硅胶软管连结了一个涂敷着含氟润滑脂的法美多软管(例如:内径3mm)来设置蠕动泵94。在法美多软管的另外一端连结着硅胶软管(例如:内径2mm),从史考特瓶92将灌注液送出来。如此一来,从史考特瓶92送出的灌注液就会经由灌注液流入用插管20而流入肝脏,进而流出到灌注液流出用插管30。灌注液流出用插管30利用鲁厄式固定配件33而连结于硅胶软管(例如:内径2mm),从肝脏流出来的灌注液从硅胶软管排出而被废弃。连接在前灌注回路中的肝脏利用鲁厄式固定配件23、33来从硅胶软管拆下灌注液流入用插管20以及灌注液流出用插管30,再通过将鲁厄式固定配件23、33连接到硅胶软管80、82(图1)的鲁厄式固定配件,就可以连接到图1所示的灌注回路。到此之前都是在说明本发明的灌注培养装置的一个实例的肝脏培养装置1的概要,但是也可以利用与肝脏培养装置1同样的构成方式来进行其他的器官等的灌注培养。例如:肾脏也是可以利用同样的构成方式来进行灌注培养。这种情况下,可改变成下列的构成方式。例如:灌注液流入/流出用插管是使用留置针(例如:流入用是26G号留置针、流出用是16G号留置针)的导管部分109、110,而尿管用插管是使用前端细小的滴管尖头(例如:Eppendorf公司制造的GELoaderxa0Tipxa00,5-20μl)的前端部分111之外,其他部分都与图3所示的肝脏的灌注培养所使用的插管相同。此外,灌注液流入用插管20直接或间接地连接到例如:肾脏的肾动脉;灌注液流出用插管30系直接或间接地连接到例如:肾脏的肾静脉;尿管用插管40系直接或间接地连接到例如:尿管;除此之外,其他部分都与灌注培养肝脏的情况相同。灌注液流入用插管20是使用鲁厄式固定配件23(用于例如:1.5mmID)而连结到硅胶软管80(例如:内径1.0mm),同样地使用鲁厄式固定配件来将硅胶软管连接到法美多软管。在这个法美多软管(例如:内径1.6mm)涂敷含氟润滑脂,然后设置到灌注液流入用蠕动泵70。灌注液流出用插管30使用鲁厄式固定配件33(用于例如:1.5mmxa0ID)而连结到硅胶软管82(例如:内径1mm)。再将这个硅胶软管连接到在瓶盖穿插着三根特氟龙软管(例如:内径1mm;T1以及T2。第三根未图示)的附硅胶瓶塞的史考特瓶60(例如:100ml)的特氟龙软管T1。另一方面,史考特瓶60的另外两根特氟龙软管中的一根,在瓶内侧连接着抵达瓶底的长度的硅胶软管(例如:内径2mm)(图1的T2);在瓶外侧连接着在两端连结有硅胶软管(例如:内径2mm)的法美多软管。硅胶软管的另外一端经由灌注液流出用蠕动泵72而与插穿在附硅胶瓶塞的微型载体旋转搅拌瓶(例如:1000ml)62的图中右侧的瓶盖的三根特氟龙软管(T3以及T4。第三根未图示)之中的一根特氟龙软管T3(ASONE)相连接,该特氟龙软管T3在瓶内侧并未连结硅胶软管且前端并未抵达液面。插穿在史考特瓶60的瓶盖的第三根的特氟龙软管在瓶外部与空气滤清器相连接。此外,灌注液回收用软管、气泡除去用装置、以及培养基更换用灌注回路可采用与肝脏培养装置所使用的相同的结构。先架构好图5所示的前灌注回路,以便于在将肾脏摘取出来的时候也可以进行灌注液的泵送。利用鲁厄式固定配件23将灌注液流入用插管20连结于硅胶软管(例如:内径1.0mm),再将这个硅胶软管连接到气泡除去装置50’。将另一硅胶软管与气泡除去装置50’连结,进而连结涂敷了含氟润滑脂的法美多软管(例如:内径1.6mm)而设置于蠕动泵94。在法美多软管的另外一端连结硅胶软管(例如:内径1.0mm),而从史考特瓶92将灌注液送出。如此一来,从史考特瓶92送出的灌注液经由灌注液流入用插管20而流入肾脏,再流出到灌注液流出用插管30。灌注液流出用插管30利用鲁厄式固定配件33而连结到硅胶软管(例如:内径2mm),从肾脏流出来的灌注液从硅胶软管排出而被废弃。连接在前灌注回路中的肾脏,利用鲁厄式固定配件23而从硅胶软管拆下灌注液流入用插管20,再将鲁厄式固定配件23连接于硅胶软管80(图1)的鲁厄式固定配件,借此即可连接到图1所示的灌注回路。此外,本说明书中所使用的用语,只是为了说明特定的实施方式而采用的,并不是意图限定本发明。此外,在本说明书中所用的「包含(包括、含有)」的用语,除了从上下文上明显地应该作不同的解读的情况以外,是指:存在着所记述的事项(构件、步骤、要素、数字等)的意思,而且也不排除有这些以外的事项(构件、步骤、要素、数字等)的存在。只要没有不同的定义的话,此处所使用的所有的用语(包含技术用语及科学用语)均具有:与本发明所属技术领域的本领域技术人员所广泛理解的意思相同的意思。此处所使用的用语,只要没有明白显示其不同的定义的话,都应该被解释为具有与本说明书以及相关联发明所属技术领域中的意思相整合的意思,不应该被解释成理想化或过度的形式上的意思。本发明的实施方式虽然有时候是参照着示意图来进行说明的,但是在示意图的情况下,为了要将说明予以明确,有时候会有夸张表现的情况。虽然为了要表现各种构成要素而使用了「第一」、「第二」等等的用语,但是这些构成要素并不该受到这些用语所限定。这些用语只是用来将其中一种构成要素与其他的构成要素做区别,例如:将第一要素写成第二要素,同样地将第二要素写成第一要素时,也有可能并未脱离本发明的范围。以下将配以附图更详细地说明本发明。然而,本发明可通过各个方面而具体地实现,并不应被解释为只限定至此处所记载的实施例。[实施例]以下将依据实施例来具体地说明本发明,但本发明并不限定于这些实施例。1.灌注液的制作灌注液采用:添加了10%的FCS(Lifexa0Technologies公司制造,美国加利福尼亚州)、抗生素-抗真菌剂混合液(日本nacalaixa0tesque公司制造)、硫酸庆大霉素(和光纯药公司制造,日本大阪)和L-谷氨酰胺(Lifexa0Technologies公司制造)的L-15培养基(Sigma公司制造,美国密苏里州)。将1000ml的灌注液装入附硅胶瓶塞的1000ml微型载体旋转搅拌瓶(Bellco)内,以37°C进行保温。2.将肝脏摘取出来以及连接到前灌注回路从大鼠将肝脏摘取出来,连接到图5所示的前灌注回路。将乙醚(和光纯药公司制)充满于干燥容器内,将8至10周龄的Wistar大鼠(SLC)移到干燥容器内使其吸气麻醉之后,使用25G的注射针(Terumo公司制)与1ml的注射筒(Terumo公司制)将最终浓度为25mg/ml的戊巴比妥钠(麻醉剂)(TCI公司制造,日本东京)溶液400μl注射到腹腔内。再从深层麻醉下的大鼠的下腹部起直至喉部为止的皮肤沿着正中线切开。再切开腹膜,将消化系统的器官移动而露出肝脏、门静脉。将肝脏往肋骨侧上提而露出肝动脉,从肝动脉的下方利用丝缝合线No.7(Natume公司制)进行结扎。同样地将肝下部的下大静脉利用丝缝合线No.4(Natume公司制)制作一个结扎用环圈。利用丝缝合线No.7(Natume公司制)将脾胃静脉结扎。使用两根前端弯曲的丝缝合线No.4(Natume公司制)隔开间隔在门静脉上做出两个结扎用环圈。以10ml/min的速度预先将灌注液流到前灌注回路(图5),在比两个门静脉结扎用环圈更远离肝脏的部位,将门静脉半切,并且迅速地将灌注液流入用插管20插入门静脉。立即将肝下部的下大静脉从结扎用环圈的下游位置切断,以使灌注液流入。将两个门静脉结扎用环圈结扎而将插管20固定在门静脉,将插管插入部分利用少量的Aronxa0Alphaxa0A(第一三共公司制造,日本东京)加以固定。将总胆管半切之后,插入胆管用插管40,利用AronAlphaA(第一三共公司制)加以固定。使横膈膜露出,将左右的横膈动脉和静脉以丝缝合线No.7(Natume公司制)予以结扎。将肋骨的合间切开,沿着每一肋骨将横膈膜切出,将较之切出口更上游的肋骨切开直达喉部。在肋骨的其中一部分刻上切痕,利用丝缝合线No.4(Natume公司制)在肝上部的下大静脉制作两个结扎用环圈。将环圈结扎,阻止灌注液从肝下部的下大静脉流出,将右心房予以半切。将灌注液流出用插管30插入半切后的右心房部分,将肝上部的下大静脉的两个结扎用环圈结扎而将插管固定,将结扎部位、插管插入部位利用Aronxa0Alphaxa0A加以固定。将肝脏周围的器官、结缔组织切除之后,维持着将肋骨和横膈膜连结于肝脏的状态下,从背面将肝脏切离。3.将肝脏连接到灌注回路3-1.静置固定方法(以往的方法)首先,是在连接于前灌注回路的状态下,将灌注液流入用插管20固定在培养容器10的固定具96,将灌注液流出用插管30固定在固定具98,也将胆管用插管40固定在固定具(未图示)。胆管用插管40通过鲁厄式固定配件43(ISIS型)与流出到培养容器10的外部的胆汁回收回路(软管88及史考特瓶68)相连接。接下来,将连接在灌注液流入用插管20的硅胶软管(ASONE)利用裴安(Pean)止血钳(Natume公司制)夹住,暂时地使其停止液体流动之后,随即将灌注液流出用插管30使用鲁厄式固定配件33(ISIS型)连结到软管82,因而连接到灌注回路。然后,立即将灌注液流入用插管20使用鲁厄式固定配件23(ISIS型)从前灌注回路切离,将灌注液流入用插管20与软管80通过鲁厄式固定配件23(ISIS型)予以连结,借此可与为了防止气泡混入肝脏中而预先充满培养液的已经除去气泡后的灌注回路做无菌方式的连接。此外,与此同时地,通过取下灌注回路上的裴安止血钳(Natume公司制),又开始让灌注回路的液体流动。肝脏100被放置在培养容器10内的平台上。3-2.在溶液中的静置固定方法(以往的方法)利用与3-1同样的方法将肝脏100连接到灌注回路。肝脏100被放置到培养容器10内的平台上,当液体充满培养容器10的内部时,是以让肝脏不会因浮力而上浮的方式,预留着不会产生压迫的程度的足够间隙,以纱布覆盖肝脏,将纱布固定于台上。然后,以PBS(-)充满培养容器10内,让肝脏轻轻地浮起之后,再将容器予以密闭。3-3.悬吊型固定方法(本申请的方法)利用与3-1同样的方法将肝脏100连接到灌注回路。如图2所示,使用丝缝合线No.4(Natume公司制)106将肋骨104固定在培养容器10附属的固定具108的几个地方之后,先将培养容器10密闭之后,再将培养容器垂直放置而使得流入用插管20被置于下侧,利用肋骨104与横膈膜102将肝脏100悬吊。3-4.在溶液中的悬吊型固定方法(本申请的方法)利用与3-1同样的方法将肝脏100连接到灌注回路。使用丝缝合线No.4(Natume公司制)106将肋骨104固定在培养容器10附属的固定具108的几个地方之后,将培养容器10的内部充满PBS(-)而使肝脏浮起。先将培养容器密闭之后,再将培养容器10垂直放置以使得流入用插管20被置于下侧,利用肋骨104与横膈膜102将肝脏100悬吊而使其浮起。4.肝脏的灌注培养将灌注液流入用插管20与微型载体旋转搅拌瓶62(Bellco公司制)之间的蠕动泵70(岩木公司制)的流速调节成10ml/min,而使灌注液流入肝脏100。通过将培养容器升高至比旋转搅拌瓶62在垂直方向上更高并静置,利用高低差所产生的重力,以使得流出速度为10ml/min的方式来调节培养容器的高度。这些流速的调节,是利用在一定的时间内从灌注液回收用软管所回收的灌注液量来执行的。此外,100ml的史考特瓶60(DURAN公司制)与微型载体旋转搅拌瓶62之间的蠕动泵72(岩木公司制)的流速也被调节成10ml/min。此外,在史考特瓶60与微型载体旋转搅拌瓶62的瓶盖设置了透气过滤器(Millipore公司制)以使得回路内部的压力不会因为蠕动泵72而产生变化。5.对于灌注液在器官内血管内的循环进行确认对于利用3-1至3-4所记载的各种固定方法来加以固定后的肝脏,依照「4.肝脏的灌注培养」的方法,将利用PBS(-)稀释成5倍后的台盼蓝溶液(Sigma公司制)10ml进行送液之后,对于肝脏的外观、以及微型计算机断层(CT)图像进行摄影。将结果显示于图6。在图6中,3-1显示了通常的静置固定;3-2显示了在液体中的静置固定;3-3显示了悬吊型固定;3-4显示了液体中的悬吊型固定。在图6中,A是显示肝脏的外观的照片,B显示肝脏的微型计算机断层(CT)图像。在显示外观的照片中,以虚线围绕的区域是被台盼蓝所染色的部分。在通常的静置固定方法(3-1)以及在液体中的静置固定方法(3-2)中,器官整体并未被染成蓝色,在肝脏的各叶重叠的区域并未观察到有染色。在悬吊型固定方法(3-3)中,虽然有一部分未受到染色的区域的存在,但是器官的近乎整体是被染色,与通常的静置固定方法、在液体中的静置固定方法相比较,明显地观察到器官内的灌注液的循环有所提升。在液体中的悬吊型固定方法(3-4)中,器官整体被均匀地染成蓝色,由此可知其比悬吊型固定方法更可提升循环效果,显示出整个器官内血管都有灌注液进行循环。6.灌注率的测定利用3-1以及3-4所记载的固定方法进行固定,针对于24小时灌注培养后的肝脏,每1小时,就从连接在流路切换用旋塞的15ml软管(BD公司制)采取30秒钟的灌注液,来测定流入肝脏的灌注液的流速、以及从肝脏流出的灌注液的流速。计算出相对于流入量的流出量的百分率,将其当作灌注率。无论是哪一种固定方法,因为其24小时的灌注率都是维持在90%以上,所以都被确认为是在进行正常的灌注培养。7.受损酶活性的测定每1小时从连接在流路切换用旋塞84的15ml软管(BD公司制)回收30秒钟的灌注液,将所回收的灌注液分注到0.5mlxa0小试管(Eppendolf公司制造,德国汉堡)各50μl,以-80°C进行冷冻保存。隔天再将冷冻保存的灌注液融解,以15,000rpm的转速进行5分钟离心式分离,针对其上清液中的GOT以及GPT酶活性,根据附在商品名为“转氨酶CII-和光测定剂”(Transaminasexa0CII-Testxa0Wako)的GOT及GPT酶活性测定剂(和光纯药公司制)中的方法来进行测定。灌注液更换后的测定值,是将更换前后发生变化的测定值予以累加而算得。将测定结果显示于图7。通常的静置固定方法、悬吊型固定方法、在溶液中的悬吊型固定方法,无论是哪一种,直到灌注培养18小时之后为止都是GOT为20IU/总培养基(totalxa0medium)以下,GPT为10IU/总培养基以下。根据培养24小时之后的通常的静置固定方法(3-1),GOT是85IU/总培养基以上,GPT是30IU/总培养基以上;根据悬吊型固定方法(3-3),GOT是70IU/总培养基以上,GPT是25IU/总培养基以上。另一方面,根据培养24小时之后的在溶液中的悬吊型固定方法(3-4),GOT是40IU/总培养基以下,GPT是10IU/总培养基以下。由此测定结果可知,确保整体器官内血管循环的溶液中悬吊型固定方法,较之通常的静置固定方法和悬吊型固定方法,其对器官的损害受到明显的抑制。8.尿素合成量的测定每1小时就从连接在流路切换用旋塞84的15ml软管(BD公司制)回收30秒钟的灌注液,将所回收的灌注液分注到1.5ml的小试管(Eppendolf公司制造,德国汉堡)各1ml,以-80°C进行冷冻保存。隔天再将冷冻保存后的灌注液融解,以15,000rpm的转速进行5分钟离心式分离,依据附在商品名为F-KIT的尿素测定试剂(J.K国际公司制)中的方法,测定尿素含量。灌注液更换后的测定值,是将更换前后发生变化的测定值予以累加而算得。将测定结果显示于图8。根据在溶液中的悬吊型固定方法,灌注培养14小时后为1.098mM;培养24小时后为2.566mM、培养41.5小时后为3.529mM。由此结果可知,确保整体器官内血管循环的溶液中悬吊型固定方法,在超过作为以往方法的肝脏保存期限的20小时之后,依然可以维持尿素合成功能。9.胆汁生产量的测定针对被回收到胆汁回收回路(软管88以及史考特瓶68)的胆汁量,根据每1小时所回收到的重量,使用电子秤来测定胆汁的分泌量。将测定结果显示于图9。根据在溶液中的悬吊型固定方法,已确认:从灌注培养开始时起至培养40小时为止,存在每小时0.06g的经时性的胆汁分泌。由此结果可知,确保整体器官内血管循环的溶液中悬吊型固定方法,在超过作为以往方法的肝脏保存期限的20小时之后,依然可以维持胆汁生产功能。10.肾脏的摘取以及将其连接到前灌注回路从大鼠身上摘取出肾脏,通过肾脏的灌注培养所用的灌注液流入/流出用插管20、30将肾脏连接到图5所示的前灌注回路来取代肝脏。将乙醚(和光纯药公司制)充满于干燥容器内,将8至10周龄的Wistar大鼠(SLC)移到干燥容器内,进行吸气麻醉之后,使用25G注射针(Terumo公司制)与1ml的注射筒(Terumo公司制)来将最终浓度25mg/ml的戊巴比妥钠(麻醉剂)(TCI公司制造,日本东京)溶液400μl注射到腹腔内。将深层麻醉下的大鼠的下腹部起至喉部为止的皮肤,沿着正中线切开。切开腹膜,将消化系统的器官移开而使肾脏、肾动脉、肾静脉、尿管露出来。将肾动脉、肾静脉、尿管从周边组织剥离,从肾动脉、肾静脉、尿管的各自的下方利用丝缝合线No.4(Natume公司制)分别制作两个结扎用环圈。预先在前灌注回路(图5)内以0.2ml/min的速度让灌注液流动,在比两个肾动脉结扎用环圈更远离肾脏的部位,将肾动脉半切,之后,迅速地将灌注液流入用插管20插入肾动脉。随即将背部大静脉切断,使灌注液流入。将两个肾动脉结扎用环圈结扎而将灌注液流入用插管20固定于肾动脉,将肾静脉半切之后,迅速地将灌注液流出用插管30插入肾静脉,将两个肾静脉结扎用环圈结扎以将灌注液流出用插管30固定在肾静脉,将插管插入部分利用少量的Aronxa0Alphaxa0A(第一三共公司制造,日本东京)加以固定。将尿管半切之后,插入尿管用插管40,将环圈结扎,利用Aronxa0AlphaA(第一三共公司制)加以固定。为了将肾脏摘取出来,先将其他的器官切除后,将肾脏周围的脂肪组织维持在与肾脏相连结的状态,从背面将肾脏切离。11.连接至肾脏灌注回路11-1.静置固定方法(以往的方法)首先,在将肾脏维持在连接于前灌注回路的状态下,将灌注液流入用插管20固定在培养容器10的固定具96,将灌注液流出用插管30固定在固定具98,将尿管用插管40也固定在固定具(未图示)。尿管用插管40则是通过鲁厄式固定配件43(ISIS型)而连接到往培养容器10的外部流出的尿液回收回路(软管88以及史考特瓶68)。接下来,将连接在灌注液流入用插管20的硅胶软管(ASONE)利用裴安止血钳(Natume公司制)夹住,暂时地停止液体流动之后,随即将灌注液流出用插管30使用鲁厄式固定配件33(ISIS型)来连结到软管82,以便连接到灌注回路。然后,随即使用鲁厄式固定配件23(ISIS型)将灌注液流入用插管20由前灌注回路切离,通过将灌注液流入用插管20与软管80经由鲁厄式固定配件23(ISIS型)连结,可与为了防止气泡混入肾脏而预先充满培养液以将气泡预先除去的灌注回路进行无菌方式的连接。此外,与此同时地,取下灌注回路上的裴安止血钳(Natume公司制)即可开始进行灌注回路的液体流动。将肾脏放置在培养容器10内的平台上。11-2.在溶液中的悬吊型固定方法(本申请的方法)首先,在将肾脏连接于前灌注回路的状态下,维持着肾脏与肾动脉、肾静脉、尿管的位置关系的状态,将肾脏移动到硅胶上,将灌注液流入用/流出用/尿管用插管20、30、40利用25G注射针(Terumo公司制)固定于该硅胶。各插管的固定方式,是通过将两根注射针交叉而横跨各插管的方式刺入该硅胶,而予以按压固定。此外,将肾脏周围的脂肪组织使用25G注射针(Terumo公司制)固定于该硅胶。将灌注液流入用插管20固定在培养容器10的固定具96,将灌注液流出用插管30固定在固定具98,将尿管用插管40也固定在固定具(未图示)。尿管用插管40经由鲁厄式固定配件43(ISIS型)而连接到往培养容器10的外部流出的尿液回收回路(软管88以及史考特瓶68)。接下来,将连接于灌注液流入用插管20的硅胶软管(ASONE)利用裴安止血钳(Natume公司制)予以夹住,暂时地停止液体流动之后,随即使用鲁厄式固定配件33(ISIS型)将灌注液流出用插管30连结到软管82,而连接到灌注回路。然后,随即使用鲁厄式固定配件23(ISIS型)将灌注液流入用插管20由前灌注回路切离,通过将灌注液流入用插管20与软管80经由鲁厄式固定配件23(ISIS型)而相连结,可与为了防止气泡混入肝脏而预先充满培养液而将气泡预先除去的灌注回路进行无菌方式的连接。此外,与此同时地,将预先夹住的裴安止血钳(Natume公司制)予以拆下,即可开始灌注回路的液体流动。将已经固定着肾脏的硅胶反转过来而将肾脏悬吊,然后,使用丝缝合线No.4(Natume公司制)106来将硅胶固定于培养容器10附属的固定具108之后,在培养容器10内部充满PBS(-)而令肾脏浮起。先将培养容器密闭之后,将培养容器10垂直放置,以使得流入用插管被置于下侧,利用周围的脂肪组织将肾脏悬吊而使肾脏浮起。12.肾脏的灌注培养适时地调节位于灌注液流入用插管20与微型载体旋转搅拌瓶62(Bellco公司制)之间的蠕动泵70(岩木公司制),以使尿量为0.3ml/hour,并使灌注液流入到肾脏。通过将培养容器升高至比旋转搅拌瓶62在垂直方向上更高并静置,利用高低差所产生的重力令灌注液从肾脏流出来。其他的条件与肝脏的灌注培养相同。13.受损酶活性的测定将被回收到尿液回收回路(软管88以及史考特瓶68)的尿液,分注到0.5ml的小试管(Eppendolf公司制造,德国汉堡)各50μl,以-80°C进行冷冻保存。隔天再将冷冻保存的尿液融解,以15,000rpm的转速进行5分钟离心式分离,针对其上清液中的GOT/GPT酶活性,依据附在商品名为“转氨酶CII-和光测定剂”(Transaminasexa0CII-Testxa0Wako)的GOT及GPT酶活性测定剂(和光纯药公司制)中的方法来进行测定。将测定结果显示于图10。依据培养40小时之后的通常的静置固定方法(11-1),其GOT为0.6IU/肾脏(Kidney)以上,GPT为0.08IU/肾脏以上,相对于此,依据在溶液中悬吊型的固定方法(11-2),GOT约为0.1IU/肾脏,GPT接近0IU/肾脏。此外,依据培养60小时后的在溶液中的悬吊型固定方法(11-2),GOT约为0.3IU/肾脏,GPT约为0.01IU/肾脏。由此可知,在溶液中的悬吊型固定方法与通常的静置固定方法相比,对器官的损害明显地受到抑制。【主要组件符号说明】1:器官灌注培养装置10:培养容器20:灌注液流入用插管21、31、41、109、110、111:肝脏用/肾脏用导管部分22、32、42:保鲜膜23、33、43:保鲜膜24、34:软性丝缝合线25、35、45:硅胶软管30:灌注液流出用插管40:胆管用/尿管用插管50、50’:气泡除去装置60、64、66、68、92:史考特瓶62:微型载体旋转搅拌瓶70、72、74、78、94:泵80、82、88:软管84、86:流路切换用旋塞96、98:固定具99a、99b:贯通孔100:肝脏102:横膈膜104:肋骨106:缝合线108:固定具